Alternativas para incrementar la eficiencia de establecimiento in vitro de la caña de azúcar (Saccharum spp.).
Palabras clave:
brotes in vitro, caña de azúcar, condiciones de cultivo, disco de hojas, culture conditions, in vitro shoots, leaf disk, sugarcaneResumen
El presente trabajo tuvo como objetivo analizar alternativas para incrementar la eficiencia de la fase de establecimiento in vitro en el proceso de micropropagación de caña de azúcar. Para ello se estudió el empleo como explante de discos de hojas inmaduras de caña de azúcar. Se analizaron dos procedencias del material donante (proveniente de bancos establecidos en campo y de bancos mantenidos bajo condiciones semicontroladas), así como diferentes medios de cultivo. Se estudió, también, el efecto de la posición de los discos de hojas en el medio de cultivo (vertical u horizontal) y de la posición de los discos en el cilindro de hojas sobre la regeneración de plantas in vitro. El cultivar utilizado fue C97-445. Se usó material vegetal de ambos bancos de donantes con el empleo como explantes iniciales de ápices caulinares y discos de hojas. Los resultados indican que utilizar discos de hojas obtenidos de plantas madre procedentes de Bancos de Donantes en condiciones semicontroladas permite lograr bajos índices de oxidación fenólica y contaminación microbiana y mayor cantidad de brotes. La mejor combinación de reguladores de crecimiento en el medio de cultivo fue de 0,5 mg l-1 de kinetina y 5,0 mg l-1 de ANA y se demostró que el segmento 4 fue el de mayor número de plantas por disco, y que unido con los segmentos 2 y 3 permitió obtener un total de 55 plantas por cilindro para el cultivar de caña de azúcar C97-445 a los 30 días de cultivo.
ABSTRACT
Alternatives to increase the in vitro establishment efficiency of sugarcane (Saccharum spp.).
The objective of this work was to analyze alternatives to increase the efficiency of the in vitro establishment phase in the sugarcane micropropagation process. For this purpose, the use of immature sugarcane leaf discs as explants was studied. Two sources of donor material were analyzed (from banks established in the field and from banks maintained under semi-controlled conditions), as well as different culture media. The effect of the position of the leaf discs in the culture medium (vertical or horizontal) and the position of the discs in the leaf cylinder on the regeneration of plants in vitro was also studied. The cultivar used was C97-445. Plant material from both donor banks was used with the use of root apices and leaf discs as initial explants. The results achieved indicate that using leaf discs obtained from mother plants from Donor Banks under semi-controlled conditions allows achieving low rates of phenolic oxidation and microbial contamination and a greater number of sprouts. The best combination of growth regulators in the culture medium was 0,5 mg l-1 of kinetin and 5,0 mg l-1 of ANA and it was shown that segment 4 had the highest number of plants per disc. Together with segments 2 and 3, it allowed us to obtain a total of 55 plants per cylinder for the sugar cane cultivar C97-445 after 30 days of cultivation.
Citas
Bernal Villegas, A.; P. Machado Armas; D. Núñez Jaramillo; E. A. Toledo Rodríguez; R. Gómez Kosky; A. S. Noguera y A. Castagnaro. 2021. Establecimiento de un banco de plantas madre de caña de azúcar en condiciones semicontroladas para la propagación in vitro. Revista Biotecnología Vegetal 21 (1): 53 - 61.
Cabrera, A. M. 2003. Efecto de antioxidantes, desinfectantes, medios de cultivo y reguladores del crecimiento en la propagación in vitro del cultivo de yemas axilares de melocotón Prunus persica (L.) Batsch var Salcajá. Tesis de Grado, Universidad de San Carlos de Guatemala, Guatemala.
Cassells, A. 2005. Problems in tissue culture: culture contamination. En: Micropropagation. Springer, Netherlands, pp. 31-44.
Díaz, M. E.; M. Francisca Perera; N. V. Paz; P. Insaurralde Rocco; N. S. Ovejero; A. M. Cerviño; A. P. Castagnaro y A. S. Noguera. 2020. Proceso de producción de vitroplantas de caña de azúcar de pureza genética y sanidad garantizadas en etapa de laboratorio en la EEAOC. Rev. ind. agríc. Tucumán 97 (2): 39-44.
Duhem, K.; N. Le Mercier and P. Boxus. 1988. Difficulties in the establishment of axenic in vitro cultures of field collected coffee and cacao germplasm. Acta Horticulturae 225: 67-75.
Franklin, G. S.; C. J. Arvinth; M. Sheeba; N. Kanchana and M. Subramonian. 2006. Auxin pretreatment promotes regeneration of sugarcane (Saccharum spp. hybrids) mirib segment explants. Plant Growth Regul. 50: 111-119.
George, E. F. and P. Debergh. 2008. Micropropagation: Uses and Methods. En: E. F. George et al., (eds.). Plant Propagation by Tissue Culture 3rd Edition, Springer, O. Box 17, 3300 AA Dordrecht, The Netherlands pp. 29-64.
Gill, R.; P. K. Malhotra and S. S: Gosal. 2006. Direct plant regeneration from cultured young leaf segments of sugarcane. Plant Cell Tiss Organ Cult 84: 227-231.
Heinz, D.J. and G. W. P. Mee. 1969. Plant differentiation from callus tissue of Saccharum species. Crop Science. 9: 346-348.
Jiménez, E.; L. García; M. Suárez y Y. Alvarado. 1997. Instructivo técnico para la micropropagación de la caña de azúcar. Instituto de Biotecnología de las Plantas. Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas Santa Clara. Cuba. 119p.
Jorge, H.; R. González; M. Rodríguez; G. A. Hernández; A. L. Jiménez; H. García; R. González; R. Almeida; S. Guillén; I. Alfonso; F. R. Díaz y I. Torres. 2022. XXVII Reunión Nacional de Variedades, Semillas y Sanidad Vegetal. Revista Cuba Caña, Suplemento Especial: 1-48.
Joshi, S.; J. Mukesh; B. L. Tillman; F. Altpeter and M. Gallo. 2013. Comparative analysis of direct plant regeneration from immature leaf whorl and floral explants for three elite US sugarcane (Saccharum spp. hybrids) genotypes. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 49: 674-681.
Kaur, A. and J. S. Sandhu. 2015. High throughput in vitro micropropagation of sugarcane (Saccharum officinarum L.) from spindle leaf roll segments: Cost analysis for agri-business industry. Plant Cell, Tissue and Organ Culture120: 339-350.
Lakshmanan, P., Geijskes, R.J., Wang, L., Christopher, A.P., Grof, L., Berding, N. and Smith GR, 2006. Developmental and hormonal regulation of direct shoot organogenesis and somatic embryogenesis in sugarcane (Saccharum spp. interspecific hybrids) leaf culture. Plant Cell Rep. 25:1007-1015.
Lal, M.; A. K. Tiwari and G. N. Gupta. 2015. Commercial scale micropropagation of sugarcane: Constraints and remedies. Sugar Tech. 17:339-347.
Muhitch, M. and J. Fletcher. 1985. Influence of culture age and seeps treatment on the accumulation of phenolic compounds in suspension cultures. Plant Physiology 78: 25-28.
Murashige, T. and F. Skoog.1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant. 15: 473-497.
North, J. J.; P. A. Ndakidemi and C. P. Laubscher. 2012. Effects of antioxidants, plant growth regulators and wounding on phenolic compound excretion during micropropagation of Strelitzia reginae. International Journal Physical Science 74: 638-646.
Pérez, J. 1998. Aumento de la eficiencia en la micropropagación. En: Propagación y Mejora Genética de Plantas por Biotecnología. Jiménez, E. y D. Agramonte (eds.). Instituto de Biotecnología de las Plantas. Universidad Central de Las Villas. Santa Clara, Cuba, pp.179-191.
Portal Caña. 2022. Área cultivada en el mundo con caña de azúcar y principales productores. Disponible en: http://www.portalcania.com.ar. [Consultado: 9 de junio de 2022].
Rakesh, S.; S. Kaur and S. Garg. 2011. Role of tissue culture technique in high sugarcane production. International Research Journal Life Science Leaflets 21(2): 1008-1017.
Ramasamy, M.; V. Mora; M. B. Damaj; C. S: Padilla; N. Ramos; D. Rossi; N. Solís-Gracia; C. Vargas-Bautista; S. Irigoyen; J. A. Da Silva; T. E. Mirkov and K. K. Mandadi. 2018. A biolistic-based genetic transformation system applicable to a broad-range of sugarcane and energy cane varieties. M. Crops and Food 00:1-17.
Sandhu, S. J.; M. Kaur; A. Kaur and A. Kalia. 2016. Single step direct transgenic plant regeneration from adventive embryos of agro-infected sugarcane (Saccharum spp.) spindle leaf roll segments with assured genetic fidelity. Plant Cell Tiss Organ Culture 12 (3): 234-238.
Taparia, Y.; W. M. Fouad; M. Gallo and F. Altpeter. 2012. Rapid production of transgenic sugarcane whit the introduction of simple loci following biolistic tranfer of a minimal expression cassette and direct embryogenesis. In Vitro Cell Dev Biol. Plant. 48:15-22.
Tiwari, A.; S. Tripathi; M. Lal and S. Mishra. 2012. Screening of some chemical disinfectants for media sterilization during in vitro micro propagation of sugarcane. Sugar Tech 14 (4): 364-369.
Thorpe, T. 2014. History of Plant Tissue Culture. Methods in Molecular Biology, En: Loyola-Vargas, V. M. and F. Vázquez-Flota (eds.). Plant Cell Culture Protocols, Second Edition, Totowa, pp. 411.
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